Везде

ОБНЦитология Cell and Tissue Biology

  • ISSN (Print) 0041-3771
  • ISSN (Online) 3034-6061

Роль кальциевых каналов в регуляции поглощения глюкозы в клеточной in vitro модели поляризованного кишечного эпителия

Вы можете
Код статьи
10.31857/S0041377124020051-1
DOI
10.31857/S0041377124020051
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Бобков Д. Е.
  • Аффилиация: Институт цитологии РАН
Том/ Выпуск
Том 66 / Номер выпуска 2
Страницы
150-160
Аннотация
Глюкоза является основным энергетическим субстратом, обеспечивающим метаболические процессы в организме человека и животных. Нарушение метаболизма углеводов часто ассоциировано с ожирением и сопутствующими заболеваниями, такими как сердечно-сосудистые заболевания, артериальная гипертензия, инсулинорезистентность и др. Современные данные указывают на сопряжение всасывания глюкозы в кишечнике со входом Ca2+, однако для подтверждения такого взаимодействия необходимы дополнительные исследования. Мы использовали клеточную in vitro модель кишечного эпителия человека для выяснения роли Ca2+-каналов в регуляции всасывания глюкозы. Результаты иммунофлуоресцентной и иммуноэлектронной микроскопии показали, что высокая нагрузка клеток глюкозой (50 мМ) приводит к увеличению плотности кальциевых каналов TRPV6 на апикальной мембране кишечного эпителия. Уровень кальциевого сенсора STIM1, ответственного за депо-зависимый вход кальция (SOCE), напротив, демонстрировал снижение при избыточной нагрузке клеток эпителия глюкозой, которое сопровождалось уменьшением SOCE. Кроме того, инкубация клеток кишечного эпителия в растворе с высокой концентрацией глюкозы приводила к подавлению образования субъединицы p65 транскрипционного фактора NF-kB, ответственной за экспрессию STIM1. Полученные данные показали, что Cа2+-каналы не только участвуют в регуляции поглощения глюкозы, но и сами могут находиться под контролем глюкозы.
Ключевые слова
клетка кишечный эпителий вход кальция кальциевый канал TRPV6 глюкоза транспортер GLUT2
Дата публикации
15.03.2024
Год выхода
2024
Всего подписок
0
Всего просмотров
31

Библиография

  1. 1. Грефнер Н.М., Громова Л.В., Груздков А.А., Комиссарчик Я.Ю. 2010. Сравнительный анализ распределения переносчиков SGLT1 и GLUT2 в энтероцитах тонкой кишки крысы и клетках Сасо2 при всасывании гексоз. Цитология. Т. 52. C. 580. (Grefner N.M., Gromova L.V., Gruzdkov A.A., Komissarchik Ya.Yu. 2010. Comparative analysis of SGLT1 and GLUT2 transporter distribution in rat small intestine enterocytes and Caco2 cells during hexose absorption. Tsitologiya. V. 52. P. 580.)
  2. 2. Грефнер Н.М., Громова Л.В., Груздков А.А., Комиссарчик Я.Ю. 2014. Взаимодействие транспортеров глюкозы SGLT1 и GLUT2 и цитоскелета в энтероцитах и клетках Сасо2 при транспорте сахаров. Цитология. Т. 56. C. 749–757. (Grefner L.V. Gromova A.A. Gruzdkov, Komissarchik Ya.Yu. 2014. The interaction between SGLT1 or GLUT2 glucose transporter and the cytoskeleton in the enterocyte as well as Caco2 cell during hexose absorbtion. Tsitologiya. V. 56. P. 749.)
  3. 3. Affleck J.A., Helliwell P.A., Kellett G.L. 2003. Immunocytochemical detection of GLUT2 at the rat intestinal brush-border membrane. J. Histochem. Cytochem. V. 51. P. 1567. https://doi.org/10.1177/002215540305101116
  4. 4. Alexander A.N., Carey H.V. 2001. Involvement of PI 3-kinase in IGF-I stimulation of jejunal Na+-K+-ATPase activity and nutrient absorption. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. V. 280. P. G222. https://doi.org/10.1152/ajpgi.2001.280.2.G222.
  5. 5. Blais A., Bissonnette P., Berteloot A. Common characteristics for Na+-dependent sugar transport in Caco-2 cells and human fetal colon. 1987. J. Membr. Biol. V. 99. P. 113.
  6. 6. Bourzac J.F., L’eriger K., Larrivée J.F., Arguin G., Bilodeau M.S., Stankova J., Gendron F.P. 2013. Glucose transporter 2 expression is down regulated following P2X7 activation in enterocytes. J. Cell. Physiol. V. 228. P. 120. https://doi.org/10.1002/jcp.24111
  7. 7. Brown E.M. 2013. Role of the calcium-sensing receptor in extracellular calcium homeostasis. Best Pract. Res. Clin. Endocrinol. Metab. V. 27. P. 333. https://doi.org/10.1016/j.beem.2013.02.006
  8. 8. Chung H.K., Rathor N., Wang S.R., Wang J.Y., Rao J.N. 2015. RhoA enhances store-operated Ca2+ entry and intestinal epithelial restitution by interacting with TRPC1 after wounding. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. V. 309. P. G759. https://doi.org/10.1152/ajpgi.00185.2015
  9. 9. DebRoy A., Vogel S.M., Soni D., Sundivakkam P.C., Malik A.B., Tiruppathi C. 2014. Cooperative signaling via transcription factors NF-κB and AP1/c-Fos mediates endothelial cell STIM1 expression and hyperpermeability in response to endotoxin. J. Biol. Chem. V. 289. P. 24188. https://doi.org/10.1074/jbc.M114.570051
  10. 10. Diaz R., Hurwitz S., Chattopadhyay N., Pines M., Yan, Y., Kifor O., Brown E.M. 1997. Cloning, expression, and tissue localization of the calcium-sensing receptor in chicken (Gallus domesticus). Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. V. 273. P. R1008. https://doi.org/10.1152/ajpregu.1997.273.3.R1008
  11. 11. Eylenstein A., Schmidt S., Gu S., Yang W., Schmid E., Schmidt E.M., Alesutan I., Szteyn K., Regel I., Shumilina E., Lang F. 2012. Transcription factor NF-κB regulates expression of pore-forming Ca2+ channel unit, Orai1, and its activator, STIM1, to control Ca2+ entry and affect cellular functions. J. Biol. Chem. V. 287. P. 2719. https://doi.org/10.1074/jbc.M111.275925
  12. 12. Gorboulev V., Schürmann A., Vallon V., Kipp H., Jaschke A., Klessen D., Friedrich A., Scherneck S., Rieg T., Cunard R., Veyhl-Wichmann M., Srinivasan A., Balen D., Breljak D., Rexhepaj R., et al. 2012. Na+-D-glucose cotransporter SGLT1 is pivotal for intestinal glucose absorption and glucose-dependent incretin secretion. Diabetes. V. 61. P. 187. https://doi.org/10.2337/db11-1029
  13. 13. Hall E., Nitert M.D., Volkov P., Malmgren S., Mulder H., Bacos K., Ling C. 2018. The effects of high glucose exposure on global gene expression and DNA methylation in human pancreatic islets. Mol. Cell. Endocrinol. V. 472. P. 67. https://doi.org/10.1016/j.mce.2017.11.019
  14. 14. Helliwell P.A., Rumsby M.G., Kellett G.L. 2003. Intestinal sugar absorption is regulated by phosphorylation and turnover of protein kinase C βII mediated by phosphatidylinositol 3-kinase-and mammalian target of rapamycin-dependent pathways. J. Biol. Chem. V. 278. P. 28644. https://doi.org/10.1074/jbc.M301479200
  15. 15. Hoenderop J.G., Nilius B., Bindels R.J. 2002. ECaC: the gatekeeper of transepithelial Ca2+ transport. Biochim. Biophys. Acta–Proteins Proteom. V. 1600. P. 6. https://doi.org/10.1016/s1570-9639 (02)00438-7
  16. 16. Kellett G.L. 2001. The facilitated component of intestinal glucose absorption. Physiol. J. V. 531. P. 585. https://doi.org/10.1111/j.1469-7793.2001.0585h.x
  17. 17. Kellett G.L., Helliwell P.A. 2000. The diffusive component of intestinal glucose absorption is mediated by the glucose-induced recruitment of GLUT2 to the brush-border membrane. Biochem. J. V. 350. P. 155.
  18. 18. Koster H.P.G., Hartog A., Bindels R.J.M. 1995. Calbindin-D28K facilitates cytosolic calcium diffusion without interfering with calcium signaling. Cell Calcium. V. 18. P. 187. https://doi.org/10.1016/0143-4160 (95)90063-2
  19. 19. Kuhre R.E., Christiansen C.B., Saltiel M.Y., Wewer Albrechtsen N.J., Holst J.J. 2017. On the relationship between glucose absorption and glucose‐stimulated secretion of GLP‐1, neurotensin, and PYY from different intestinal segments in the rat. Physiol. Rep. V. 5. P. e13507. https://doi.org/10.14814/phy2.13507
  20. 20. Mace O.J., Morgan E.L., Affleck J.A., Lister N., Kellett G.L. 2007. Calcium absorption by Cav1. 3 induces terminal web myosin II phosphorylation and apical GLUT2 insertion in rat intestine. Physiol. J. V. 580. P. 605. https://doi.org/10.1113/jphysiol.2006.124784
  21. 21. Mace O.J., Morgan E.L., Affleck J.A., Lister N., Kellett G.L. 2007. Calcium absorption by Cav1. 3 induces terminal web myosin II phosphorylation and apical GLUT2 insertion in rat intestine. Physiol. J. V. 580. P. 605. https://doi.org/10.1113/jphysiol.2006.124784
  22. 22. Morgan E.L., Mace O.J., Affleck J., Kellett G.L. 2007. Apical GLUT2 and Cav1. 3: regulation of rat intestinal glucose and calcium absorption. Physiol. J. V. 580. P. 593. https://doi.org/10.1113/jphysiol.2006.124768
  23. 23. Nijenhuis T., Hoenderop J.G., Nilius B., Bindels R.J. 2003. (Patho) physiological implications of the novel epithelial Ca2+ channels TRPV5 and TRPV6. Pflügers Arch. V. 446. P. 401. https://doi.org/10.1007/s00424-003-1038-7
  24. 24. Peng J.B., Chen X.Z., Berger U.V., Vassilev P.M., Tsukaguchi H., Brown E.M., Hediger M.A. 1999. Molecular cloning and characterization of a channel-like transporter mediating intestinal calcium absorption. J. Biol. Chem. V. 274. P. 22739. https://doi.org/10.1074/jbc.274.32.22739
  25. 25. Röder P.V., Geillinger K.E., Zietek T.S., Thorens B., Koepsell H., Daniel H. 2014. The role of SGLT1 and GLUT2 in intestinal glucose transport and sensing. PloS one. V. 9. P. e89977. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0089977
  26. 26. Tharabenjasin P., Douard V., Patel C., Krishnamra N., Johnson R.J., Zuo J., Ferraris R.P. 2014. Acute interactions between intestinal sugar and calcium transport in vitro. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. V. 306. P. G1–G12.
  27. 27. Westerhout J., van de Steeg E., Grossouw D., Zeijdner E.E., Krul C.A.M., Verwei M., Wortelboer H.M. 2014. A new approach to predict human intestinal absorption using porcine intestinal tissue and biorelevant matrices. Eur. J. Pharm. Sci. V. 63. P. 167. https://doi.org/10.1016/j.ejps.2014.07.003
  28. 28. Yee S. 1997. In vitro permeability across Caco-2 cells (colonic) can predict in vivo (small intestinal) absorption in man-fact or myth. Pharm. Res. V. 14. P. 763. https://doi.org/10.1023/a:1012102522787
  29. 29. Zheng Y., Scow J.S., Duenes J.A., Sarr M.G. 2012. Mechanisms of glucose uptake in intestinal cell lines: role of GLUT2. Surgery. V. 151. P. 13. https://doi.org/10.1016/j.surg.2011.07.010
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека